Diapositive 1

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COURS DE PARASITOLOGIE DUT ABB
Notions générales
Auteur Bruno Flamand, IUT de Dijon
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NOTIONS GENERALES DE PARASITOLOGIE Parasitisme
mode dassociation permanente ou temporaire de 2
êtres vivants , lhôte et le parasite, dont un
seul, le parasite, tire bénéfice. Lassociation
est plus ou moins néfaste à lhôte. Cycle
évolutif suite inéluctable de transformations,
se déroulant dans un ordre précis, que doit subir
un parasite pour passer dune génération à la
suivante, avec ou sans passage par le milieu
extérieur. Cycle direct-parasite monoxène
évolution parasitaire chez un seul hôte Cycle
indirect-parasite hétéroxène évolution
parasitaire chez plusieurs hôtes
successifs Ectoparasites peau,cavités
accessibles Endoparasites cavités profondes,
tissus Hôte définitif héberge forme adulte et
multiplication sexuée Hôte intermédiaire héberge
forme larvaire et multiplication asexuée
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Quelques maladies parasitaires humaines et leurs
agents Helminthiases (vers) Oxyurose Oxyure
Ascaridiase Ascaris Téniase Taenia Distomatose
s Douves Bilharzioses Schistosomes
Onchocercose et Filarioses lymphatiques
Filaires Protozooses (unicellulaires) Paludisme
Plasmodiums Amibiase Amibe Entamoeba
histolytica Toxoplasmose Toxoplasma
gondii Leishmanioses Leishmania Maladie du
sommeil Trypanosome
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Parasitoses intestinales et/ou hépatiques, Oxyur
ose, Ascaridiase, Trichocéphalose, Taeniase,
Bothriocéphalose, Echinococcose, Distomatose,
Bilharziose, Amibiase, Giardiase, Cyclosporose,
Cryptosporidiose, Isosporose, Parasitoses
uro-génitales Trichomonase, Parasitoses
pulmonaires Pneumocystose, Parasitoses
sanguines, ou lymphatiques, ou du système
phagocytaire Paludisme, Trypanosomiases,
Leishmanioses, Toxoplasmose, Filarioses
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EXTRAIT DE LA CLASSIFICATION DES PARASITES HUMAINS
PROTOZOAIRES
Embranchement Apicomplexa Classe
Sporozoasida Plasmodiums Toxoplasma
gondii Sarcocystis hominis Tsospora
belli Cryptosporidium parvum Cyclospora
cyanetensis
Emb. Sarcomastigophora Classe Lobosasida Entamoeba
histolytica Amibes non pathogènes
Classe Zoomastogophorasida Trypanosoma
brucei Trypanosoma cruzi Leishmania Giardia
intestinalis Chilomastix mesnili Trichomonas
vaginalis
Emb. Microspora Encephalitozoon
Emb. Ciliophora Balantidium coli
parasitoses autochtones trouvées en France, en
région tempérée
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METAZOAIRES
Embranchement Némathelminthes Classe Nématodes
Espèces Ovipares Trichuris trichura Entérobius
vermicularis Ascaris lumbricoides Ankylostoma
duodenale Necator americanus Strongyloides
stercoralis Toxocara canis/cati
Espèces Vivipares Trichinella spiralis Wuchereria
bancrofti Brugia malayi Loa Loa Onchocerca
volvulus Dracunculus médinensis
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METAZOAIRES
Embranchement Plathelminthes
Classe Trématodes (non segmenté) Fasciola
hépatica Dicrocoelium dendriticum Clonorchis
sinensis Schistosoma
Classe Cestodes (segmenté) Taenia
saginata Taenia solium Diphyllobothrium
latum Hymenolepsis nana Echinococcus
granulosus Echinococcus multilocularis
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METAZOAIRES Embranchement Arthropodes Classe
Insectes
Ordre des Anoploures Pediculus corporis Pediculus
capitis Ordre des Hémiptères Cimex
lectularius Triatoma megista Rhodnius prolixus
Ordre des Siphonaptères Pulex irritans Xenopsylla
cheopsis Ordre des Diptères Anophèles Phlebotomus
Glossina palpalis
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COPROLOGIE PARASITAIRE

• Interrogatoire du patient indispensable origine
  géographique, voyage, immuno-dépression, signes
  cliniques,

• Prélèvement des selles
• -2 à 3 fois sur quelques jours (rareté
  parasitaire, émission discontinue déléments
  parasitaires)
• -éviter alimentation riches en résidus (légumes
  verts, secs, fruits)
• -transport rapide au labo
• -si examen différé, fixation du prélèvement (eau
  formolée, milieu de conservation MIF)

• Examen parasitologique
• -macroscopique des selles
• -microscopique direct
• -microscopique après techniques de concentration
  classique
• -microscopique après techniques spéciales selon
  renseignements

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COPROLOGIE PARASITAIRE

• Examen macro
• -aspect selles (dures, moulées, molles, pâteuses,
  liquides)
• -couleur, présence de sang ou glaires
• -présence déléments nutritionnels
• -présence de parasites macroscopiques (vers ou
  fragments de vers anneaux Ténia, ascaris,
  oxyures)

• Examen micro (x10 et x40)
• -ufs ou larves de vers helminthes
• -kystes ou forme végétative de protozoaires
• -en NaCl 9g/L ou en Lugol
• -coloration MIF (Merthiolate-Iode-Formol)
  fixation et conservation

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TECHNIQUES DE CONCENTRATION ou DENRICHISSEMENT Bu
t obtenir à partir dune grande quantité de
selles, les éléments parasitaires (oeufs, larves,
kystes) trop rares à lexamen direct dans un
faible volume.
Techniques physiques de sédimentation ou de
flottation -Méthode de Faust,Ingalls (ufs
Schistosoma,Ascaris, larves anguillule) Diluer 5g
de selles dans 300 ml deau glycérolée à 0,5,
Réaliser 3 sédimentations successives 1H,
45min., 30min.-en verre à pied, en jetant le
surnageant , et Examiner le culot de
sédimentation. -Méthode de Willis (ufs
Ankylostoma, Hymenolepsis) Diluer les selles au
1/10 dans NaCl saturé (25), filtrer sur chinois,
verser la solution dans un tube à essai pour
former un ménisque bombé, placer une lamelle
dessus pendant 5 min., retirer la lamelle et
déposer sur lame, observer rapidement avant
cristallisation.
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Techniques physico-chimiques ou diphasiques
(bonne techniques de concentration de tous les
oeufs et kystes) -MIF Concentration Diluer les
selles au 1/10 dans solution MIF, tamiser sur
chinois, ajouter 10 ml de filtrat et 4 ml déther
dans un tube à centrifuger, agiter énergiquement,
laisser reposer 2 min., centrifuger 1min. à 1700
rpm Après centrifugation 4 couches superposées,
éther lipidique, résidus lipophiles, solution de
dilution, et culot à examiner. Retourner
rapidement le tube, ajouter une goutte de NaCl
9g/L au culot, et examiner entre lame et
lamelle. -Technique de Ritchie Diluer 3 g de
selles dans 10 vol. de NaCl 9g/L, tamiser sur
chinois, laisser sédimenter qq sec., centrifuger,
éliminer le surnageant, et resuspendre le culot
dans NaCl 9g/L. Recommencer cette opération
jusquà obtention dun surnageant clair,
reprendre alors le culot dans formol à 10 en
NaCl, laisser reposer, agiter énergiquement,
ajouter 3 ml déther, centrifuger 2min à 1500
rpm, éliminer le surnageant, examiner le culot
entre lame et lamelle
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TECHNIQUES SPECIALES et COLORATIONS SPECIALES
-Méthode de Baermann et Lee modifiée recherche
larves danguillules grâce à la propriété
dhydro-thermo-tropisme positif des larves
-Scotch-Test de Graham mise en évidence ufs
doxyures
-Numération des ufs permet parfois dapprécier
le degré dinfestation par les vers adultes
-Culture de protozoaires amibes et flagellés
-Coloration de Ziehl-Neelsen-Henriksen-Pohlenz
mise en évidence des oocystes de Cryptosporidium
-Coloration de Weber modifiée recherche des
microsporidies
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AUTRES EXAMENS PARASITOLOGIQUES

• Urines ufs de Schistosoma haematobium (et
  parfois S.mansoni)
• forme végétative Trichomonas vaginalis
  (coloration MGG)

• LBA Pneumocystis carinii (coloration
  Gomori-Grocott)
• Toxoplasma gondii (coloration Giemsa modifié)
• Cryptosporidium (coloration Ziehl-Neelsen
  modifiée, IF acridine orange)

• Prélèvement génito-urinaire Trichomonas vaginalis
  (MGG)

• Moelle osseuse, ganglions, suc dermique Leishmania
  (MGG)

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EXAMEN PARASITOLOGIQUE DU SANG
Principaux parasites recherchés Plasmodiums,
Microfilaires sanguicoles, Trypanosomes.

• Examen direct mobilité des Trypanosomes et
  Microfilaires

• Frottis sanguin avec coloration MGG ou Giemsa

• Goutte épaisse colorée au Giemsa

• ANALYSES IMMUNOLOGIQUES PARASITAIRES
• Toutes les techniques IFI, ELISA,
  Agglutination, Immunodiffusion,
• soit pour la recherche dAg parasitaires, soit
  pour la sérologie
• Moins pratiqués mais existants, et indispensables
  (et parfois seule méthode de diagnostic) pour
  certaines parasitoses (Ex sérologie
  toxoplasmose)
• ANALYSES de BIOLOGIE MOLECULAIRE